Introducción a la Aerobiología

XII Congreso Colombiano de Botánica

Álex Espinosa Correa

Universidad de Antioquia

Quienes somos

Álex

  • Biólogo (UdeA)
  • Candidato a Doctor en Biología (UdeA)
  • Aerobiología y botánica
  • Ciencia abierta y reproducible
  • Ciencia de datos
  • @alexespinosaco@mstdn.social

Antes de comenzar

Asumimos

  • Poco o nulo conocimiento en palinología
  • Poco o nulo conocimiento en aerobiología

Enseñaremos

  • Una introducción a la aerobiología

Qué es la aerobiología




Ciencia interdisciplinaria en la que participan investigadores con diferentes experiencias en diversos temas relacionados con microorganismos, partículas biológicas aerotransportadas, p. ej. polen y esporas, y fenología. Galán et al. (2017).

Figura 1: Mis vistas durante gran parte de la tesis.

Aerosoles Biológicos Primarios (PBA) o Bioaerosoles




Subconjunto de partículas atmosféricas que son liberadas directamente desde la biosfera hacia la atmósfera. Incluyen organismos vivos y muertos (como algas, arqueas y bacterias), unidades de dispersión (como esporas de hongos y polen de plantas) y varios fragmentos o excreciones (como restos vegetales y brocosomas). Fröhlich-Nowoisky et al. (2016).

image/svg+xml 2016-01-02 Jisaac9 Instytut Fotonowy Sp. z o.o. Jisaac9 Instytut Fotonowy Sp. z o.o. http://www.engineeringtoolbox.com/particle-sizes-d_934.html English: Airborne particles are commonly either biological contaminants, particulate contaminants, gaseous contaminants, or dust. This diagram shows the size distribution in micrometres (µm) of various types of airborne particles. 0.0001 0.001 0.01 0.1 1 10 100 1000 Gases Material particulado Tipos de polvo Contaminantes biológicos
Figura 2: Clasificación de las partículas aerovagantes según su tamaño y tipo. Jisaac9, Mieszko the first, Alexespinosaco, CC BY-SA 4.0, via Wikimedia Commons

Aerobiología en el mundo



Figura 3: Estaciones de muestreo aerobiológico en el mundo. Azul: tipo Hirst. Rojo: estación automática. Naranja: Otra manual. Buters et al. (2018).

Aerobiología en Colombia

Figura 4: Linea de tiempo de los estudios aeropalinológicos realizados en Colombia. Los espacios en blanco es información que no se pudo obtener. Tipos polinicos identificados/total; *. No se tuvo acceso directo al material.

Aerobiología en Colombia

Santa MartaSchnetter (1971) BogotáVillaveces-Niño (1947)Cuervo-Trujillo (1955)var der Hammen (1959)Sánchez-Medina y Fernández (1961, 1966)Hurtado et al. (1989)Leal-Quevedo et al. (1993)Díaz-Camelo (2017) BucaramangaCabrales-Uribe et al. (2003) IbaguéMosquera-Mosquera y Ramírez-Cotes (2019) CaliNaranjo (1958) MedellínAlzate-Guarin et al. (2015)Gutiérrez-Torres (2015) BarranquillaCepeda-Sarabia y Villalba-Vargas (2008)Cortina-Borrero y Martínez-Sierra (2019)Jiménez-López y Porras-Duran (2019)
Figura 5: Ubicación geográfica de los estuios aeropalinológicos realizados en Colombia.

La ruta aerobiológica




Figura 6: Ruta aerobiológica. Modificado de Edmonds (1979) y Spieksma (1992).

Principios de muestreo

DeposiciónGravitacionalImpactaciónSucciónFiltraciónPrecipitaciónLiquidimpingement
Figura 7: Principios de muestreo de la Aerobiología.

Técnicas de muestreo

CultivoMicroscopíaBioquímicasInmunológicasMoleculares
Figura 8: Tecnicas de muestreo utilizados en la Aerobiología.

Instrumentos de muestreo

No Volumétricos

Figura 9: Silueta de muestreador tipo Durham.
  • Deposición gravitacional

    • Caja de Petri

    • Portaobjetos

    • Muestreador Durham

    • Tauber

Volumétricos

Figura 10: Silueta de muestreador tipo Hirst.
  • Impacto por succión

    • Muestreador Hirst

    • Muestreador Andersen

  • Impacto por filtración

    • Muestreador Cour
  • Impacto por rotación

    • Muestreador Rotorod
  • Liquid impingers

    • All-glass impinger (AGI)

Muestreadores de deposición o no volumétricos

Figura 11: Muestreadores no volumétricos. A. Caja de Petri; B. Muestreador Durham; C. Muestreador Tauber. Tomado de: A. Carpaneto (2021); B. Durham (1946); C. Tauber (1974).

Muestreadores de impacto o volumétricos

Figura 12: Muestreadores volumétricos. A. Muestreador Andersen; B. Muestreador Cour; C. Muestreador Hirst; D. Muestreador Rotorod. Tomado de: A. Andersen (1958); B. Belmonte & Roure-Nolla (2002); C. Hirst (1952); D. Subiza (2001).

Muestreador tipo Hirst


Muestreador tipo HirstRelojCinta MelinexAgua destiladaVaselinaGlicerogelatinaTambor y soporteRegla metacrilatoPlancha de calentamientoPinza y cuchillaTamborAna C. Cardona
Figura 13: Muestreador tipo Hirst (VPPS 2000 de Lanzoni s.r.l.), partes y montaje.
Figura 14: Esquema del funcionamiento de muestreador tipo Hirst.

Preparación de la muestra



Figura 15: Esquema del montaje de las muestras obtenidas del muestreador tipo Hirst.

Algunos conceptos

Conteo polínico

El resultado del análisis de la muestra o los datos en bruto. Es una cantidad entera obtenida del análisis microscópico que no se puede comparar, y necesita ser convertida a concentraciones polínicas.



Integral Anual de Polen (APIn)1:

Expresado como (Pollen * day/m3). Integral en el tiempo de la concentración de polen. Puede obtenerse sumando la concentración diaria promedio durante el período de tiempo especificado, o multiplicando la concentración promedio de toda la temporada por la duración de la misma.

Concentración polínica

Expresado como (Pollen grains/m3) o (Pollen/m3). El número de granos de polen o esporas en el aire por unidad de volumen de aire. Se expresa como una media diaria u horaria, obtenida de multiplicar el conteo polínico por una factor de corrección2.


Periodo de Polinización Principal (MPS)3:

Duración del tiempo durante el cual el polen está presente en la atmósfera en concentraciones significativas en una ubicación. Existen diferentes métodos para definir el inicio y el final de la temporada principal.

Obtención de datos

Figura 16: Campo visual observado durante la lectura de placas. Se observan algunos granos de polen y esporas de hongos.
Figura 17: Métodos de lectura.


(a) Plantilla para la toma de datos.
(b) Plantilla de datos polínicos.
Figura 18: Esquema de la plantilla de toma de datos y matriz del conteo polínico.

Polen

Células de forma y dimensión variables, dotadas de una cubierta muy resistente o esporodermis, que se forman dentro de los sacos polínicos del estambre y tiene como misión, una vez formado el microgametófito pluricelular, fecundar el óvulo. Saenz-Laín (2004).

Figura 19: Formación del grano de polen Megías-Pacheco et al. (2017).
image/svg+xml Microgametofito(polen) Microesporangio(saco polínico) Núcleo generativo Núcleos espermáticos Óvulo Sinérgidas Cigoto Antípodas Megagametófito(saco embrionario) Plántula Cubierta seminal Pedicelo
Figura 20: Ciclo de vida de las plantas con flor (Angiospermae). LadyofHats, Public domain, via Wikimedia Commons.

Morfología polínica

Unidad polínica

Figura 21: Polaridad y distintos grados de agrupación del polen. 1. Polaridad; 2-7. Tétradas; 2. linear; 3. tetraédrica; 4. decusada; 5. tetragonal; 6. romboidal; 7. en forma de T; 8. díada; 9. másula; 10. polinia; 11-12. políada. Trigo-Pérez et al. (2008).

Aberturas (Sistema NPC)

Figura 22: Sistema NPC (N. Número; P. Posición; C. Carácter o forma) para la clasificación de las aberturas propuesto por Erdtman (1969).

Morfología polínica

Estructura y ornamentación




Figura 23: Estructura de la pared del polen (esporodermis). Halbritter et al. (2018).

Polaridad, simetría, forma, tamaño

Figura 24: Tamaño de los granos de polen. Halbritter et al. (2018).

Atlas aeropalinológico de Colombia

Figura 25: A. Acacia; B. Alnus; C. Alternanthera; D. Amaranthaceae; E. Ambrosia; F. Apiaceae en vista ecuatorial; G. Arecaceae; H. Artemisia; I. Asteraceae: Helianthus; J. Asteraceae: Lactuceae; K. Asteraceae: Senecio; L. Brassicaceae; M. Cannabis; N. Casuarina; O. Cecropia en vista ecuatorial; P. Citrus; Fotografías tomadas en microscopía óptica a 1000x. Escala = 10 µm.
Figura 26: A. Cupressaceae; B. Cyperaceae; C. Fraxinus; D. Juglans; E. Mangifera indica; F. Moraceae; G. Myrtaceae H. Pinus; I. Plantago; J. Poaceae; K. Quercus; L. Ricinus; M. Rumex; N. Sambucus; O. Typhaceae; P. Urticaceae; Fotografías tomadas en microscopía óptica a 1000x. Escala = 10 µm.

Descripciones

pollen simetria polaridad tamanho forma vista_polar vista_ecuatorial aberturas exina
Acacia Bilateral Isopolar Mediano Granos poligonales en poliada Circular a elíptica Elíptico inaperturado Psilada
Alnus Radial Isopolar Pequeño-Mediano Oblato Tetragonal a heptagonal Elíptico 5(7)-zonocolporado Finamente rugulada, escábrida o ligeramente equinulada
Alternanthera Radial Isopolar Pequeño Esferoidal Subircular Poligonal Polipantoporado Granulada
Amaranthaceae Radial Apolar Pequeño-Mediano Esferoidal Circular Circular Polipantoporado Granulada
Ambrosia Radial Isopolar Pequeño Oblato-esferoidal Subcircular a subtriangular Circular a ligeramente elíptico 3-zonocolporado Equinuloperforada
Apiaceae Radial Isopolar Pequeño Prolato Triangular a circular Elíptico 3-zonocolporado Psilada
Arecaceae Bilateral Heteropolar Mediano Oblato Elipsoide Planoconvexo 1-anasulcado Escabrida
Artemisia Radial Isopolar Pequeño-Mediano Suboblato a Prolato-esferoidal Circular-lobulado a subtriangular Circular a ligeramente elíptico 3-zonocolporado Equinulada, granulada
Asteraceae: Helianthus Radial Isopolar Mediano Oblato-esferoidal Subcircular a triangular Circular 3(4)-zonocolporado Equinada
Asteraceae: Lactuceae Radial Isopolar Mediano Suboblato a Oblato-esferoidal Circular Hexagonal 4(3)-zonocolporado Equinada, Equinulada, equinolofada
Asteraceae: Senecio Radial Isopolar Pequeño-Mediano Oblato-esferoidal a Prolato-esferoidal Circular Circular 3-zonocolporado Equinuloperforada o Equinada
Brassicaceae Radial Isopolar Pequeño-Mediano Prolato Subcircular lobulado a subtriangular Circular a ligeramente elíptico 3-zonocolpado Reticulada
Cannabis Radial Isopolar Pequeño Esferoidal-suboblato Circular Circular a ligeramente elíptico 3-zonoporado Granulada
Casuarina Radial Isopolar Mediano Suboblato Subcircular a trianguar Elíptico 3-porado Granulada
Cecropia Radial Isopolar Pequeño Prolato Circular Elíptico 2-zonoporado Escabrida
Citrus Radial Isopolar Mediano Prolato a Prolato-esferoidal Circular Elíptico 4-zonocolporado Reticulada
Cupressaceae Radial Heteropolar Mediano Esferoidal Circular Circular Inaperturado Psilada
Cyperaceae Radial Heteropolar Mediano Piriforme Subcircular a poliédrico Piriforme Inaperturado Granulada-perforada
Fraxinus Radial Isopolar Mediano Suboblato Circular a pentagonal Circular a elíptico 4(5)-zonocolpado Reticulada
Juglans Asimétrico Heteropolar Mediano Suboblato a Oblato-esferoidal Poligonal o circular Elíptico Polipantoporado Psilada
Mangifera indica Radial Isopolar Mediano Esferoidal Triangular a circular Elíptico 3-zonocolporado Microrreticulada
Moraceae Radial Isopolar Pequeño-Mediano Suboblato a Esferoidal Circular Circular 2(3)-zonoporado Psilada
Myrtaceae Radial Isopolar Pequeño-Mediano Oblato Triangular Elíptico 3-zonosincolporado Escabrida
Pinus Bilateral Heteropolar Mediano Oblato Corpus elipsoide, sacos aeriferos subcirculares Corpues plano-convexo Analeptomado Granulada-verrugosa
Plantago Radial Apolar Mediano Esferoidal Circular Circular Pantoporado Escabrida
Poaceae Radial Heteropolar Mediano-Grande Esferoidal Circular Circular 1-anaporado Granulada
Quercus Radial Isopolar Mediano Oblato-esferoidal Subcircular a subtriangular convexo Circular a elíptico 3-zonocolporado Granulado-verrugosa
Ricinus Radial Isopolar Mediano Esferoidal Circular Subcircular a ligeramente elíptico 3-zonocolporado Perforada-reticulada
Rumex Radial Isopolar Mediano Oblato-esferoidal Circular a elipsoidal Subcircular 3(4)-zonocolporado Granulada
Sambucus Radial Isopolar Pequeño Subprolato Subcircular trilobulado Elíptico 3-zonocolporado Reticulada-escrobiculada
Typhaceae Radial Heteropolar Pequeño Esferoidal Circular Circular 1-anaporado Granulada
Urticaceae Radial Isopolar o apolar Pequeño suboblato, prolato-esferoidal Circular Circular 3(>3)-zono(panto)porado Psilada, verrucosa, equinulada

Cecropia

pollen simetria polaridad tamanho forma vista_polar vista_ecuatorial aberturas exina
Cecropia Radial Isopolar Pequeño Prolato Circular Elíptico 2-zonoporado Escabrida
Figura 27: Tipo polínico: Cecropia. Fotografía tomada en microscopía óptica a 1000x. Escala = 10 µm.
Figura 28: NC: Cecropia petalta (Urticaceae) NV: Yarumo. HUA-190707. Caro-Sánchez & Espinosa-Correa (2024). Escala = 5 cm.

Urticaceae

pollen simetria polaridad tamanho forma vista_polar vista_ecuatorial aberturas exina
Urticaceae Radial Isopolar o apolar Pequeño suboblato, prolato-esferoidal Circular Circular 3(>3)-zono(panto)porado Psilada, verrucosa, equinulada
Figura 29: Tipo polínico: Urticaceae. Fotografía tomada en microscopía óptica a 1000x. Escala = 10 µm.
Figura 30: NC: Urtica ballotifolia (Urticaceae). HUA-221846. Caro-Sánchez & Espinosa-Correa (2024). Escala = 5 cm.

Fraxinus

pollen simetria polaridad tamanho forma vista_polar vista_ecuatorial aberturas exina
Fraxinus Radial Isopolar Mediano Suboblato Circular a pentagonal Circular a elíptico 4(5)-zonocolpado Reticulada
Figura 31: Tipo polínico: Fraxinus. Fotografía tomada en microscopía óptica a 1000x. Escala = 10 µm.
Figura 32: NC: Fraxinus uhdei (Oleaceae). NV: Urapán. HUA-002341. Caro-Sánchez & Espinosa-Correa (2024). Escala = 5 cm.

Moraceae

pollen simetria polaridad tamanho forma vista_polar vista_ecuatorial aberturas exina
Moraceae Radial Isopolar Pequeño-Mediano Suboblato a Esferoidal Circular Circular 2(3)-zonoporado Psilada
Figura 33: Tipo polínico: Moraceae. Fotografía tomada en microscopía óptica a 1000x. Escala = 10 µm.
Figura 34: NC: Artocarpus altilis (Moraceae). NV: Árbol del pan. HUA-129695. Caro-Sánchez & Espinosa-Correa (2024). Escala = 5 cm.

Cupressaceae

pollen simetria polaridad tamanho forma vista_polar vista_ecuatorial aberturas exina
Cupressaceae Radial Heteropolar Mediano Esferoidal Circular Circular Inaperturado Psilada
Figura 35: Tipo polínico: Cupressaceae. Fotografía tomada en microscopía óptica a 1000x. Escala = 10 µm.
Figura 36: NC: Cryptomeria japonica (Cupressaceae). NV: Ciprés japones. HUA-151210. Caro-Sánchez & Espinosa-Correa (2024). Escala = 5 cm.

Poaceae

pollen simetria polaridad tamanho forma vista_polar vista_ecuatorial aberturas exina
Poaceae Radial Heteropolar Mediano-Grande Esferoidal Circular Circular 1-anaporado Granulada
Figura 37: Tipo polínico: Poaceae. Fotografía tomada en microscopía óptica a 1000x. Escala = 10 µm.
Figura 38: NC: Paspalum fimbriatum (Poaceae). HUA-031172. Caro-Sánchez & Espinosa-Correa (2024). Escala = 5 cm.

Myrtaceae

pollen simetria polaridad tamanho forma vista_polar vista_ecuatorial aberturas exina
Myrtaceae Radial Isopolar Pequeño-Mediano Oblato Triangular Elíptico 3-zonosincolporado Escabrida
Figura 39: Tipo polínico: Myrtaceae. Fotografía tomada en microscopía óptica a 1000x. Escala = 10 µm.
Figura 40: NC: Syzygium jambos (Myrtaceae). NV: Pomo. HUA-150665 Caro-Sánchez & Espinosa-Correa (2024). Escala = 5 cm.

Pinus

pollen simetria polaridad tamanho forma vista_polar vista_ecuatorial aberturas exina
Pinus Bilateral Heteropolar Mediano Oblato Corpus elipsoide, sacos aeriferos subcirculares Corpues plano-convexo Analeptomado Granulada-verrugosa
Figura 41: Tipo polínico: Pinus. Fotografía tomada en microscopía óptica a 1000x. Escala = 10 µm.
Figura 42: NC: Pinus patula (Pinaceae). NV: Pino pátula. HUA-136816. Caro-Sánchez & Espinosa-Correa (2024). Escala = 5 cm.

Arecaceae

pollen simetria polaridad tamanho forma vista_polar vista_ecuatorial aberturas exina
Arecaceae Bilateral Heteropolar Mediano Oblato Elipsoide Planoconvexo 1-anasulcado Escabrida
Figura 43: Tipo polínico: Arecaceae. Fotografía tomada en microscopía óptica a 1000x. Escala = 10 µm.
Figura 44: NC: Attalea butyracea (Arecaceae). NV: Palma de vino. HUA-171807. Caro-Sánchez & Espinosa-Correa (2024). Escala = 5 cm.

Comparación con otros paises

Figura 45: Tipos polínicos descritos y fotografiados en esta tesis.
Figura 46: Tipos polínicos en algunos paises. Nitiu et al. (2019); Trigo-Pérez et al. (2008); Galán et al. (2014); Rosas-Alvarado et al. (2011); Hurtado & Riegler-Goihman (1986).

¡Práctica!

Referencias

Andersen, A. A. (1958). New sampler for the collection, sizing, and enumeration of viable airborne particles,. Journal of Bacteriology, 76(5), 471-484. https://doi.org/10.1128/jb.76.5.471-484.1958
Belmonte, J., & Roure, J. M. (2023). Métodos de muestreo. https://aerobiologia.cat/pia/es/methods
Belmonte, J., & Roure-Nolla, J.-M. (2002). Introducción (A. L. Valero-Santiago & Á. Cadahía-García, Eds.; Vol. 1). MRA ediciones. Laboratorios Menarini. https://aerobiologia.cat/pia/general/pdf/books/2002_Polinosis.Polen_y_alergia.pdf
Buters, J. T. M., Antunes, C. M., Galveias, A., Bergmann, K. C., Thibaudon, M., Galán, C., Schmidt-Weber, C., & Oteros, J. (2018). Pollen and spore monitoring in the world. Clinical and Translational Allergy, 8(1), 9. https://doi.org/10.1186/s13601-018-0197-8
Caro-Sánchez, A. V., & Espinosa-Correa, Á. (2024). Colecciones seleccionadas del Herbario de la Universidad de Antioquia. http://alexespinosaco.github.io
Carpaneto, A. (2021). Petri dish. https://doi.org/10.5281/ZENODO.5204504
Davies, J. M., Berman, D., Beggs, P. J., Ramón, G. D., Peter, J., Katelaris, C. H., & Ziska, L. H. (2021). Global climate change and pollen aeroallergens: a southern hemisphere perspective. Immunology and Allergy Clinics of North America, 41(1), 1-16. https://doi.org/10.1016/j.iac.2020.09.002
Durham, O. C. (1946). The volumetric incidence of atmospheric allergens: IV. A proposed standard method of gravity sampling, counting, and volumetric interpolation of results. Journal of Allergy, 17(2), 79-86. https://doi.org/10.1016/0021-8707(46)90025-1
Edmonds, R. L. (1979). Introduction. En R. L. Edmonds (Ed.), Aerobiology: the ecological systems approach (pp. 1-9). Dowden, Hutchinson & Ross.
Erdtman, G. (1969). Handbook of palynology, morphology, taxonomy, ecology: an introduction to the study of pollen grains and spores. Munksgaard.
Fröhlich-Nowoisky, J., Kampf, C. J., Weber, B., Huffman, J. A., Pöhlker, C., Andreae, M. O., Lang-Yona, N., Burrows, S. M., Gunthe, S. S., Elbert, W., Su, H., Hoor, P., Thines, E., Hoffmann, T., Després, V. R., & Pöschl, U. (2016). Bioaerosols in the Earth system: Climate, health, and ecosystem interactions. Atmospheric Research, 182, 346-376. https://doi.org/10.1016/j.atmosres.2016.07.018
Galán, C., Ariatti, A., Bonini, M., Clot, B., Crouzy, B., Dahl, Å., Fernández-González, M. D., Frenguelli, G., Gehrig, R., Isard, S. A., Levetin, E., Li, D.-W., Mandrioli, P., Rogers, C. A., Thibaudon, M., Šaulienė, I., Skjøth, C. A., Smith, M., & Sofiev, M. (2017). Recommended terminology for aerobiological studies. Aerobiologia, 33(3), 293-295. https://doi.org/10.1007/s10453-017-9496-0
Galán, C., Cariñanos, P., Alcázar, P., & Domínguez, E. (2007). Manual de calidad y gestión de la Red Española de Aerobiología. Universidad de Córdoba. http://www.redespanoladeaerobiologia.com/metodologia.html
Galán, C., Smith, M., Thibaudon, M., Frenguelli, G., Oteros, J., Gehrig, R., Berger, U. E., Clot, B., Brandao, R., & EAS QC Working Group. (2014). Pollen monitoring: minimum requirements and reproducibility of analysis. Aerobiologia, 30(4), 385-395. https://doi.org/10.1007/s10453-014-9335-5
Halbritter, H., Ulrich, S., Grímsson, F., Weber, M., Zetter, R., Hesse, M., Buchner, R., Svojtka, M., & Frosch-Radivo, A. (2018). Illustrated Pollen Terminology. Springer International Publishing. https://doi.org/10.1007/978-3-319-71365-6
Hirst, J. M. (1952). An Automatic Volumetric Spore Trap. Annals of Applied Biology, 39(2), 257-265. https://doi.org/10.1111/j.1744-7348.1952.tb00904.x
Hurtado, I., & Riegler-Goihman, M. (1986). Air-sampling studies in a tropical area: I. airborne pollen and fern spores. Grana, 25(1), 63-68. https://doi.org/10.1080/00173138609429934
Lacey, M. E., & West, J. S. (Eds.). (2006). The Air Spora: A manual for catching and identifying airborne biological particles. Springer US. https://doi.org/10.1007/978-0-387-30253-9
Lancia, A., Capone, P., Vonesch, N., Pelliccioni, A., Grandi, C., Magri, D., & D’Ovidio, M. C. (2021). Research progress on aerobiology in the last 30 years: A focus on methodology and occupational health. Sustainability, 13(8), 4337. https://doi.org/10.3390/su13084337
Mandrioli, P., Comtois, P., & Levizzani, V. (1998). Methods in aerobiology. Pitagora Editrice.
Megías-Pacheco, M., Molist-García, P., & Pombal-Diego, M. Á. (2017). Atlas de histología vegetal y animal. https://mmegias.webs.uvigo.es/
Nitiu, D. S., Mallo, A. C., Medina, I., & Parisi, C. (2019). Atlas de pólenes alergénicos de Buenos aires, Argentina. Archivos de Alergia e Inmunología Clínica, 50(2), 67-88. https://www.archivos.org.ar/contenido/art.php?recordID=MTYyNA==
Rosas-Alvarado, A., Bautista-Huerta, M., & Velázquez-Sámano, G. (2011). Atlas de los pólenes alergénicos de mayor relevancia en México. Revista Alergia México, 58(3), 162-170. https://www.elsevier.es/es-revista-revista-alergia-mexico-336-articulo-atlas-polenes-alergenicos-mayor-relevancia-X0002515111345183
Saenz-Laín, C. (2004). Glosario de términos palinológicos. Lazaroa, 25(0), 93-112. https://revistas.ucm.es/index.php/LAZA/article/view/LAZA0404110093A
Schramm, P. J., Brown, C. L., Saha, S., Conlon, K. C., Manangan, A. P., Bell, J. E., & Hess, J. J. (2021). A systematic review of the effects of temperature and precipitation on pollen concentrations and season timing, and implications for human health. International Journal of Biometeorology, 65(10), 1615-1628. https://doi.org/10.1007/s00484-021-02128-7
Spieksma, F. Th. M. (1992). Allergological aerobiology. Aerobiologia, 8(1), 5-8. https://doi.org/10.1007/BF02291320
Subiza, J. (2001). How to interpret pollen counts. Alergología e Inmunología Clínica, 16(2), 59-68. https://www.researchgate.net/publication/264869365_How_to_interpret_pollen_counts
Tauber, H. (1974). A static non-overload pollen collector. New Phytologist, 73(2), 359-369. https://doi.org/10.1111/j.1469-8137.1974.tb04770.x
Trigo-Pérez, M. del M., Jato, V., Fernández-González, M. D., & Galán, C. (2008). Atlas aeropalinológico de España. Secretariado de publicaciones de la Universidad de Leon.